Aula Prática Principais armadilhas para coleta de macrofauna do solo



Aula Prática
Principais armadilhas para coleta de macrofauna do solo



INTRODUÇÃO

Em todo programa de manejo de pragas é essencial o monitoramento de artrópodes, pragas e não pragas, que ocorrem no agrossistema, uma vez que isso facilita a tomada de decisão quanto à introdução de medidas de controle. O levantamento de pragas pode ser feito por leitura direta (inspeção das plantas) ou por meio de armadilhamento. O uso de armadilhas é a maneira mais fácil e menos onerosa para levantamento da maioria das pragas. Porém, para monitorar muitos dos inimigos naturais de pragas e polinizadores (artrópodes úteis) as alternativas são poucas, mais complexas e mais exigentes em conhecimento.
A fauna do solo compreende milhões de animais invertebrados que vivem no solo ou que passam uma ou mais fases ativas no solo. Isolar, identificar e quantificar todos eles seria uma tarefa impossível. Além disso, não existe nenhum método que seja universalmente aceito e que extraia todos os grupos de animais de todos os solos.
Não sendo possível estudar toda a fauna do solo, são selecionados grupos de animais, de acordo com objetivo do estudo e os ecossistemas a serem avaliados, de tal forma que possam ser utilizados como indicadores da qualidade do solo.
Os métodos mais utilizados para amostragem da fauna geralmente têm como critério principal o comprimento e/ou o diâmetro do corpo dos animais. Os métodos aqui descritos têm por objetivo amostrar a MACROFAUNA DO SOLO, que recupera além dos macroartrópodes, também, as minhocas. A macrofauna, compreende os maiores invertebrados que vivem no solo e são facilmente visíveis a olho nu, com o tamanho do corpo maior que 1 cm (Lavelle et al.1997) e/ou com diâmetro do corpo acima de 2mm (Swift et al. 1979).
Em função do seu tamanho, a macrofauna, apresenta características morfológicas que favorecem fortemente sua atuação na fragmentação da matéria orgânica, e nas características físicas do solo (Figura 5). A capacidade desses organismos de modificarem o ambiente-solo fez com que fossem chamados de “engenheiros do ecossistema” por Lavelle et. al (1997). A mudança na estrutura da comunidade da macrofauna pode indicar possíveis diferenças no funcionamento do solo (Figura 1).

Figura 1: Proporção entre os grupos da macrofauna do solo de 0-10 cm de profundidade em diferentes agroecossistemas (safra de verão 99/00). Sistema convencional com sucessão/aveia- soja; plantio direto A, B e C, respectivamente: trigo/soja/nabo, aveia/soja/ trigo e nabo/milho/aveia (Aquino et al. 2000).


Há um vasto número de armadilhas desenvolvidas para amostragem de invertebrados. Muitas destas são de alto custo e muitas consistem em adaptações de armadilhas existentes. Neste trabalho serão descritos métodos de baixo custo, fácil aplicabilidade e potencialmente os mais usados para práticas gerais de coleta de invertebrados.
            A atividade de muitos invertebrados, especialmente os insetos, tem sido frequentemente influenciada pelas condições do tempo e pelas horas do dia. O nível de atividade de invertebrados poderá ser determinado para habitats e microhabitas sendo para este caso determinado para cada individuo particular a cada tempo. Como é fácil o a localização do indivíduo e sua capturação, esta tem sido uma das armadilhas mais requeridas. Já quando se deseja comparar a fauna de invertebrados entre locais, amostras ou em diferentes períodos de tempo, é necessário uniformizar as condições de tempo e horas do dia, com as amostragens de diferentes locais. Isto é uma particularidade importante quando se usa armadilhas.
Existe muitos atrativos que podem ser usados para captura de invertebrados como: luz, acucares, atrativos aéreos; podem também ser usadas armadilhas de isca e de cova (pitfalls).  
Para um bom delineamento amostral e sucesso na captura e identificação das espécies de macrofauna encontradas e importante analisar o local de instalação, o modo como a espécime será capturada e preservada, bem como o transporte e condições de contenção.


OBJETIVOS:

1.      Discutir, expor e propor utilização de métodos de coleta de macrofauna de solo, tais como:

·         Método do TSBF (“Tropical Soil Biology and Fertility”) descrito por Anderson & Ingram (1993).
·         Método de queda (pitfalls).
·         Método do Funil de Berlese- Tullgren

MÉTODO DO TSBF (“TROPICAL SOIL BIOLOGY AND FERTILITY”)


O método é bastante simples e não requer qualquer equipamento para extração dos animais do solo. As seguintes etapas são necessárias:

1) retirada de blocos de solo;
2) extração manual dos animais;
3) conservação dos animais;
4) contagem e identificação dos animais

MATERIAL NECESSÁRIO:

a) Pá reta
b) Régua (pelo menos 30 cm)
c) Bandejas
d) Cavadeira articulada
e) Cavadeira reta
f) Facão (auxilia a cortar a cobertura do solo)
g) Enxada com cabo
h) Enxadão sem cabo
i) Colher de pedreiro (acertada na ponta para ficar reta)
j) Sacos plásticos de 50 kg (resistentes)
k) Sacos plásticos de 500 g (caso seja retirada amostra de solo para análise)
l) Sacos de ráfia (úteis para transportar solos do campo)
m) Álcool 70% (álcool comercial: num recipiente, por exemplo,  de 1 litro, coloca-se 700 ml de álcool e completa-se o volume restante com água comum).
n) Formol
o) Recipientes de plásticos ou de vidros (aproximadamente 50 ml)
p) Pinças
q) Etiquetas pequenas
r) Canetas
s) Lápis

PROCEDIMENTO

1) RETIRADA DE BLOCOS DE SOLO:

1- Fazer uma linha reta (imaginária) e realizar uma amostragem a cada 5 metros. Recomenda-se um mínimo de 05 amostragens para cada hectare, sendo que 10 amostragens é considerado o número ideal.

2- Em cada ponto marcar uma área de 25 x 25 cm, com o material que estiver disponível. No exemplo abaixo foi utilizada uma caixa metálica (Figura 2).



3- Retirar a serrapilheira correspondente a área da coleta e colocar em sacos plástico;

4- Com a cavadeira articulada, retirar o solo adjacente à área que será amostrada, sem perturbar o solo compreendido pela área demarcada. O solo adjacente deve ser retirado a 30 cm de profundidade e cerca de 20 cm de comprimento (Figura 3).



5- Após ser realizado o buraco, é retirada a primeira camada de solo, cortando o solo na área a ser amostrada como se fosse uma fatia de bolo. A primeira camada corresponde a 0-10 cm de profundidade (Figura 4).



6 - A primeira camada de solo é retirada e então colocada em saco plástico devidamente identificado (Figura 5);



6- Após a retirada da camada de 0-10 cm, é retirada a camada de 10-20 cm e de 20-30 cm de profundidade, seguindo o mesmo procedimento anteriormente descrito (Figura 06).



7- Após a coleta do solo, teremos em cada ponto de amostragem: 04 sacos plásticos, quando há serrapilheira ou 3, sem serrapilheira. Isso é importante lembrar para dimensionar a coleta e preparar o material antes de se iniciar o trabalho.

2) EXTRAÇÃO MANUAL DOS ANIMAIS;


1. A extração dos animais deve ser feita o mais rápido possível. Geralmente é feita no campo (Figura 07), evitando assim que os animais coletados morram antes de serem extraídos, o que dificultaria a sua visualização. Durante a extração, coloca-se o solo coletado numa bandeja e cuidadosamente, com auxílio de uma pinça, retira-se todos os animais visíveis (minhocas, formigas, lacraias, etc.), os quais serão colocados em vidros contendo álcool 70%. Os vidros devem ser previamente identificados conforme os sacos plásticos (acrescentar a data da coleta nas etiquetas).



2. Muitos animais podem ser facilmente identificados sem o auxílio de uma lupa. Entretanto, a identificação de outras espécimes necessitam do auxílio de uma lupa (Figura 08). Os animais são agrupados taxonomicamente em classe, ordem, família ou espécie quando necessário. Após a identificação os animais são contados e, pesados quando necessário.






MÉTODO DE QUEDA (PITFALLS)


As armadilhas pitfalls são principalmente destinadas para os animais que habitam o solo, caminhando sobre o mesmo porque normalmente não voam, ou porque passam alguma fase da vida no solo. O tipo de solo e da cobertura vegetal, bem como a escala temporal e regional são fatores importantes que determinam a composição e a riqueza dos artrópodes coletados (PETILLON et al, 2006; LACHAT et al, 2006). Entretanto, em todas as condições as espécimes coletadas estão em atividade.
As armadilhas desse tipo consistem, em geral, de recipiente plástico enterrado ao nível do solo com líquido para matar e conservar os animais capturados. Alguns modelos de armadilhas do tipo pitfall estão ilustrados nas figuras 09, 10, 11 e 12.






Potes plásticos utilizados para envasar mel no volume de 500 ml podem ser adaptados para esse tipo de armadilha, conforme ilustrado na figura 13. Se possível utilizar pote que contenha tampa, pois o material pode ser facilmente transportado do campo para o laboratório usando a própria armadilha. Alternativamente, garrafas plásticas de refrigerante (2 litros) cortadas ao meio também podem ser usadas. É importante destacar que o diâmetro da armadilha interfere na eficiência de captura (PARR & CHOWN, 2001), sendo recomendado que se use sempre armadilhas de mesmo tamanho nos diferentes locais.


INSTALAÇÃO DA ARMADILHA DE QUEDA (PITFALL)

Nos pontos de amostragem devem ser abertos buracos com o auxílio de ferramentas do tipo “boca de lobo” ou similar, de largura e profundidade suficiente para encaixar o recipiente de coleta (pitfall), sendo empurrado até que a borda do recipiente fique nivelada com a superfície do solo. Recomenda-se que após a escavação a armadilha repouse por três dias, após a o qual a armadilha pode ser ativada. Esse procedimento diminui os efeitos da escavação sobre a coleta dos organismos ( GREENSLADE, 1973). É bom evitar ao máximo a entrada de terra no pote, pois dificulta a triagem posterior do material. A solução contendo líquido conservante é despejada dentro da armadilha, sem, contudo preenchê-la totalmente (figura 13). Em geral, um terço da capacidade do recipiente é preenchido com a solução conservante. Deve-se assegura que nenhuma folha ou graveto atravesse a armadilha e facilite o desvio dos animais da mesma impedindo sua captura. A cobertura do recipiente é muito importante para evitar que o líquido conservante seja diluído ou que transborde após a chuva ou água de irrigação. Sugere-se usar uma prancha de madeira, pedra, ou pregos, não devendo cobrir muito mais do que a abertura da armadilha. Sob condições normais, normalmente são requeridos menos do que cinco minutos para a instalação de uma armadilha pitfall por esse método. Todavia, o tipo de solo e conteúdo de umidade determina a extensão do tempo requerido para a instalação desse tipo de armadilha.


SOLUÇÃO CONSERVANTE E ISCAS

A solução conservante pode ser apenas água e detergente, se o tempo de coleta for curto (SUTHERLAND, 1996; ALMEIDA et al., 2003) ou formol 4% para a toda fauna em geral (MOLDENKE, 1004) ou álcool 50% para a coleta de insetos (ARAUJO et al., 2005). Alguns autores sugerem a solução de etilenoglicol, etanol 92% e formol 40% na proporção de 70:28: 2 e duas gotas de detergente caseiro por litro de solução (FREITAS et al., 2004). A utilização de detergente é indicada para quebrar a tensão superficial do meio, permitindo que os invertebrados fiquem dispersos na armadilha. Já o formol é interessante para reduzir a fuga de insetos saltadores e muito esclerotizado como os grilos adultos, os quais são menos premiáveis à solução detergente (SPERBER et al., 2003). A desvantagem do uso do formol refere-se às restrições com o transporte em coletas muito distantes a ao fato de enfraquecer as articulações dos artrópodes. O etilenoglicol é anticongelante, mata rapidamente os artrópodes e previne sua decomposição por pelo menos duas semanas, não evapora rapidamente de modo que a uma única aplicação pode ser suficiente para algumas semanas.
As iscas são utilizadas para aumentar a eficiência da captura das armadilhas por grupos específicos e, por isso, variam em função do que se pretende coletar As iscas podem ser envoltas em tecido fino e fixadas através de uma tela de arame como ilustrado na figura 12. Armadilhas que contem atum, sardinha, carne ou mel servem para a maioria das formigas tropicais ( ROMERO & JAFFE, 1989) , com exceção das cortadeiras (saúvas e quenquéns). Armadilhas iscadas com fezes humanas apresentam alta eficiência para a captura de besouros copronecrófagos pertencentes à família Scarabaeidae ( MILHOMEM et al , 2003).


TEMPO DE PERMANÊNCIA E NÚMERO DE ARAMDILHAS

O tempo de permanência e o número das armadilhas no campo, pode variar com o objetivo, as características da área a ser amostrada e o grupo taxonômico enfocado no estudo, conforme tabela 1.



De modo geral, 20 armadilhas distribuídas em um gride de 4 x 5 armadilhas, com distância de 10 metros entre armadilhas, é recomendável para cada ponto de coleta. A determinação do tamanho amostral é fundamental, especialmente em estudos sobre diversidade ( MELO, 2004). Existem métodos de análise nessa determinação, sendo a construção de curvas de acumulação de espécies ( ou de coletor) muito simples ( MELO, 2004). Dependendo do objetivo e da necessidade de obtenção de dados mais precisos sobre a composição de espécies da fauna do solo é necessário utilizara uma combinação de métodos (CELABIE et al, 2000).



PREPARO DE MOSTRAS PARA LABORATÓRIO

Condições adversas de clima, problemas associados com a identificação dos espécimes, ou um grande número de artrópodes capturados podem tornar a coleta dos dados ao nível de campo impraticável. Portanto, é frequentemente vantajoso transferir os artrópodes capturados nas armadilhas no campo para o laboratório. No laboratório, as amostras são examinadas com mais detalhe e com menor erro. E, laboratório é providenciado a lavagem em água corrente do conservante do corpo dos animais capturados, especialmente no caso de formol. Para isso, o conteúdo de cada pitfall é despejado num coador de malha fina para evitar a passagem de pequenos artrópodes de interesse (Figura 13).
Posteriormente, os espécimes são acondicionados em frascos de vidro de capacidade variável, previamente contendo álcool hidratado 70% para conservação dos espécimes, e vedados com tampa de rosca e batoque.  




MÉTODO DO FUNIL DE BERLESE- TULLGREN


VANTAGENS E LIMITAÇÕES DA METODOLOGIA DE EXTRAÇÃO POR FUNIS DE BERLESE TÜLLGREN

Este método é um dos mais usados para a obtenção de amostras de micro e macroartrópodes do solo e em geral representa uma adaptação do original proposto por Berlese, em 1905 e modificado por Tüllgren, em 1917 (GARAY, 1989) (Figura 1).



É composto por uma bateria de funis que no topo apresentam uma fonte de calor e embaixo um recipiente coletor. Já foram propostas inúmeras variações na forma, tamanho e composição de materiais, mas que obedecem ao mesmo princípio, a formação de um gradiente de temperatura, que faz com que os artrópodes migrem para baixo e caiam em um recipiente com líquido fixador
(Figura 2).


É um método seletivo onde os animais se movem na amostra por tactismos proporcionados por estímulos térmicos e luminosos (VANNIER, 1970). Os invertebrados da fauna do solo são responsivos à umidade relativa do solo e à temperatura e são estimulados a migrarem da parte superior da amostra no funil de Berlese-Tüllgren para a parte inferior pelo gradiente de umidade do solo e temperatura que este método proporciona (SILVA, 2006).
A maior vantagem desta metodologia é que necessita de pouca mão-de-obra, já que os invertebrados saem da amostra de solo ou serrapilheira espontaneamente, quando comparada a metodologias em que é necessária a retirada manual dos mesmos. Outra vantagem é a amostragem de uma grande diversidade de artrópodes, tanto da mesofauna quanto da macrofauna.
As limitações do método estão relacionadas com o seu princípio de extração, já que alguns invertebrados de pouca mobilidade podem não ser capazes de deixar a amostra antes que ela seja totalmente desidratada, morrendo antes de chegar ao recipiente coletor. Isto é particularmente verdadeiro para animais que não possuam exoesqueleto, como os Gastropoda, ou que não tenham pernas como as larvas de Diptera (OLIVEIRA, 1997). Outros como os Oligochaeta apresentam esses dois tipos de características, o que faz com que raramente sejam capturadas minhocas com esta metodologia. Outra limitação de caráter logístico é que a bateria de funis permanece fixa em um local, limitando a abrangência das amostragens, já que se recomenda que as amostras sejam transferidas para a bateria no mesmo dia de coleta. Se houver muita contaminação da amostra com terra proveniente da câmara de incubação, o processo de triagem no laboratório ficará mais demorado, assim como o aparecimento de fungos que danificam os espécimes.


COMPOSIÇÃO DO FUNIL BERLESE-TÜLLGREN

O funil de Berlese-Tüllgren é composto por uma lâmpada de 40 watts que fornece luminosidade e calor ininterruptamente para promover o gradiente constante da câmara de incubação, local onde é colocada a amostra. De acordo com GARAY (1989) a câmara de incubação deve possuir duas temperaturas distintas, uma na parte superior com 33º C e outra na parte inferior com 22º C para promover o gradiente, não ocorrendo a morte dos organismos da fauna edáfica. Sob a câmara de incubação, temos duas telas sobrepostas: a primeira de malha de 2 mm é de polietileno com 3 orifícios no formato de um quadrado com 20 mm de lado e a segunda é feita em arame galvanizado com malha de 5 mm (Figura 3). Esta composição de telas tem como função dar sustentação à amostra, impedir que partículas minerais e orgânicas sujem a amostra e ao mesmo tempo, permitir a passagem do maior número possível de invertebrados da fauna do solo.
O funil é posicionado embaixo da câmara de incubação e serve para conduzir os invertebrados até o recipiente coletor que contém a solução fixadora. É conveniente cobrir a câmara com um tecido de trama fina fixado com o auxílio de um barbante para não permitir a entrada de insetos, que atraídos pela luz, venham a contaminar a amostra.


As amostras devem ser identificadas duplamente com uma etiqueta na parte exterior do frasco e outra na parte interior em papel vegetal escrita em caneta nanquim. Para não ocorrer a contaminação do frasco com organismos não provenientes da amostra, é colocado entre o recipiente coletor e a parte inferior do funil um pedaço de espuma ou filme de PVC. O importante é que todo o sistema seja vedado, não permitindo a entrada ou saída de organismos.
Na literatura são citados vários tipos de solução fixadora, tais como: formol a 1% (FRANKLIN et al., 2005), álcool etílico a 75% (FINNAMORE et al., 2008) e solução de ácido acetilsalicílico saturada (OLIVEIRA, 1997). Recomendamos o uso de álcool etílico a 50% por ser eficiente e de fácil obtenção.



AMOSTRAGEM

O desenho amostral deverá ser definido em função dos objetivos do estudo em questão, mas se recomenda que o número de pontos amostrais não seja inferior a cinco, em função da alta variabilidade espacial da fauna de solo. Em cada ponto amostral são retiradas com o auxílio de um gabarito quadrado de 25 cm de lado, duas subamostras: a serapilheira ou palhada depositada sobre o solo (Figura 4 A e B) e o solo até 5 cm de profundidade (Figura 5A-D). Após o posicionamento do gabarito no ponto amostral é feita a limpeza da serapilheira que está ao redor para não contaminar a amostra após a retirada do quadrado (Figura 4A). Retira-se então a serapilheira que é acondicionada em um saco plástico previamente identificado (Figura 4B).



Para a retirada do solo, o gabarito metálico é encaixado à profundidade de 5 cm e com auxílio uma cavadeira reta, é cortado o solo verticalmente nas bordas internas do quadrado (Figura 5A). Faz-se a abertura de uma pequena trincheira ao lado da área amostrada com 5 cm de profundidade para facilitar o corte horizontal do solo na área amostrada. Com o auxílio de uma pá reta corta-se o solo por debaixo do quadrado (Figura 5B) retirando-se a amostra inteira (Figura 5C) e colocando-a em um saco plástico previamente identificado (Figura 5D). A coleta deve ser realizada preferencialmente de manhã entre 9 e 11 horas e deve-se evitar condições de encharcamento do solo (CORREIA & OLIVEIRA, 2000). Os sacos plásticos contendo as amostras de serapilheira e solo devem ser fechados para evitar o escape de animais, tomando-se o cuidado de deixar um pequeno volume de ar em seu interior. Após este processo de coleta, as amostras devem ser transferidas para a bateria de extratores Berlese-Tüllgren no mesmo dia. Deve-se evitar o empilhamento das amostras de solo e a exposição ao sol e calor excessivos, para que não ocorra a morte dos invertebrados edáficos.



TEMPO DE PERMANÊNCIA, MONTAGEM E TRIAGEM


Na transferência das amostras para os funis de Berlese-Tüllgren deve-se proceder da seguinte forma:

1.      Na parte inferior do funil, colocar um frasco vazio e na câmara de incubação colocar o solo ou serapilheira (Figura 6A). Sempre cairá uma pequena porção de solo ou serapilheira no frasco (Figura 6B), que deverá ser devolvida para a câmara de incubação (Figura 6C);


2.      Coloca-se então a espuma e o frasco com solução fixadora e na parte superior da câmara de incubação, a cobertura de tecido fixado com barbante (Figura 6D) e poderá ser acionada a luz dos funis de Berlese-Tüllgren. Fazendo este processo, a amostra irá com menos solo para o laboratório, facilitando o processo de triagem. As amostras deverão passar por monitoramento constante, verificando o nível da solução fixadora e se todas as lâmpadas estão funcionando normalmente.

Percorridos 15 dias das amostras no extrator de Berlese-Tüllgren, os frascos serão retirados e levados para o laboratório (Figura 7A) onde o conteúdo será transferido para um coador com tela em poliéster (Figura 7B). Com o auxílio de um pissete com álcool a 70% e um funil plástico comum, serão transferidos para frascos de plástico e armazenados para realização da identificação da fauna do solo. Quando ocorrer a classificação das amostras, estas serão transferidas para a placa de Petri (Figura 7C) e avaliadas em grandes grupos taxonômicos sob lupa binocular no laboratório (Figura 7D).





CONFECÇÃO DE UM EXTRATOR DE BERLESE- TÜLLGREN SIMPLIFICADO



Material Necessário para a confecção de um funil extrator

• 2 folhas de papel cartão branco
• 2 metros de plástico adesivo transparente
• 10 cm de cano de PVC de ½ polegada
• 1 quadrado de 10 cm de lado de espuma com 5 cm de espessura
• tecido de algodão de trama fina medindo 50 cm x 50 cm
• 1 m de barbante
• tela de arame galvanizado com 24 cm de diâmetro (tela de peneira de obra)
• tela plástica com 20 cm de diâmetro
• grampeador
• cola quente

Procedimento

Dobrar uma das folhas de papel cartão no sentido transversal e desenhar um semi-círculo com raio de 25 cm (Figura 8 A). Recortar e em seguida forrar com o plástico adesivo as partes interna e externa do funil (Figura 8 B-C). Dobrar na forma de um cone, fechar com grampeador e cola quente e em seguida vedar com uma tira de plástico adesivo (Figura 8 D). Fazer um pequeno corte na ponta do cone para permitir a entrada do cano de PVC, que deve ficar bem ajustado e ser fixado com cola quente (Figura 8 E). Na parte externa a junção do cano e o funil deve ser vedada com o plástico adesivo.
Recortar metade da outra folha de cartolina no sentido longitudinal, fechar em forma de cilindro e ajustar para que encaixe no funil. No funil deverão ser feitos pequenos recortes como mostra a Figura 8 F para que forme uma aba de cerca de 4 cm que será fixada ao cilindro com cola quente. Após a fixação entre a parte superior e inferior, é recomendável que seja feita a vedação com uma tira de plástico adesivo.
São inseridas as duas telas, primeiro a de metal e sobreposta a ela a de plástico (Figura 8 G). O funil está pronto para ser usado (Figura 8 H). É recomendável que os funis sejam dispostos em estantes ou armários de madeira com uma lâmpada para cada funil, como apresentado na figura 6 B, a fim de garantir uma boa sustentação e organização dos funis. Este tipo de funil de Berlese-Tüllgren adaptado tem a grande vantagem de contar com materiais fáceis de encontrar e de baixo custo, possibilitando a vários professores e pesquisadores que não disponham de recursos para investimento, iniciar a sua pesquisa em fauna do solo.




Referências Bibliográficas

A. M. Aquino. Manual para coleta de macrofauna do Solo. DOCUMENTO Nº 130. Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária Agrobiologia – EMBRAPA. Seropédica – RJ. 2001

A. M. Aquino; E. L. Aguiar-Menezes; J.M. Queiroz. Recomendações para Coleta de Artrópodes Terrestres por Armadilhas de Queda (“Pitfall-Traps”). Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária Agrobiologia – EMBRAPA. Seropédica – RJ. 2006

L. A. S. Melo; A. N. Moreira; F.A.N. Silva. ARMADILHA PARA MONITORAMENTO DE INSETOS. Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária Agrobiologia – EMBRAPA. Seropédica – RJ. 2007


K. M. Rodrigues; M.E. F. Correia; L. B. Alves; A. M. Aquino. Funis de Berlese-Tüllgren modificados utilizados para amostragem de Macroartrópodes de Solo. Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária Agrobiologia – EMBRAPA. Seropédica – RJ. 2008.

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Fernanda Aires Guedes Ferreira

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